ارزیابی میزان جذب برخی متابولیت‌های ثانوی (بتولین، اسید بتولینیک، فنل، فلاونوئید) و فعالیت آنتی‌اکسیدان قارچ‌های چوب زی گیاه دارویی Betula pendula (L.) Roth. در استان گلستان

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 1دانشجوی دکتری رشته جنگل‌شناسی و اکولوژی جنگل، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، گرگان، ایران

2 دانشیار دانشکده علوم جنگل دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان،

3 دانشیار دانشکده علوم جنگل دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، گرگان، ایران

چکیده

قارچ‌های چوب زی نیازهای غذایی و متابولیت‌های ثانوی را از میزبان خود جذب نموده و یکی از منابع عظیم درمانی و حاوی عناصر فعال زیستی می‌باشند. تحقیق حاضر برای اولین بار بر روی قارچ‌های ماکروسکوپی چوب‌زی درخت توس Betula pendula (L.) Roth.، واقع درجنگل‌های سیاه‌مرزکوه استان گلستان انجام شد. دو متابولیت ثانوی بتولین و بتولینیک اسید با ارزش ضدسرطانی در پوست گونه‌های مختلف درخت توس سنتز می‌شود، با توجه به این‌که در ایران درخت توس درحال انقراض است و استخراج این مواد موثره از پوست این درخت ناممکن است، به این منظور شناسایی قارچ‌های ماکروسکوپی مستقر در پوست گونه مورد نظر،سنجش توانایی جذب ماده موثره بتولین و بتولینیک اسید در قارچ‌های شناسایی شده با استفاده از دستگاه HPLC و همچنین ارزیابی میزان فنل (با معرف فولن – سیوکالتو )، فلاونوئید (به روش رنگ‌سنجی آلومنیوم کلراید) و فعالیت آنتی اکسیدانی (به روش DPPH) قارچ‌ها انجام گرفت. نتایج منجر به  شناسایی دو گونه قارچ ماکروسکوپیparadoxa HyphodontiaوStereum hirsutum) گردید که ‌توانایی جذب بتولین و بتولینیک اسید را از میزبان خود داشتند. میزان جذب متابولیت ثانوی میزبان، خواص آنتی‌اکسیدان، فنل و فلاونوئید در سطح 01/0 درصد اختلاف معنی‌داری داشتند. میزان فنل کل و ماده موثره بتولین و بتولینیک اسید در بافت قارچ S. hirsutumبرتری خاصی نسبت به قارچ دیگر داشت. بین دو حلال (متانول و اتانول) از نظر میزان فنل و خواص آنتی‌اکسیدان تفاوت معنی‌داری وجود نداشت، در حالی که میزان فلاونوئید استخراج شده با حلال اتانول بیشتر از حلال متانول بود. با توجه به نتایج بدست آمده و تائید وجود متابولیت‌های ثانوی در بافت قارچ‌ها، می‌توان آن‌ها را به عنوان منبع جدید داروهای طبیعی به جامعه معرفی نمود.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


  1. Ajith, T.A., Janardhanan, K.K. 2007. Indian medicinal mushroom as a source of antioxidant and antitumor agents. Journal Clinical Biochemical Nutrition, 40 (3): 157-62.
  2. Eilbert, F., Engler-Lohr, M., Anke, H., Sterner, O. 2008. Bioactive sesquiterpenes from basidiomycete resupinatus leghtonii. Journal of natural products, 63: 1286-1287.
  3. Faass, N. 2012. The healing powers of wild Chaga; an interview with Cass Ingram, MD. Journal of health and healing, 35(4):6‐11.
  4. Feng, Y., Li, M., Liu, J., Xu, T.Y., Fang, R.S., Chen, Q.H., He, G.Q. 2013. A novel one-step microbial transformation of betulin to betulinic acid catalyzed by Cunningham Ella blakesleeana. Journal of Food chemistry, 136: 73-79.
  5. I.U.C.N. 2001. Red list categories and criteria. IUSN, Gland, Switzerland.
  6. Jasicka-Misiak, I., Lipok, J., Swider, I., Kafarski, P. 2010. Possible fungistatic implications of betulin presence in betulaceae plants and their hymenochaetaceae parasitic fungi. Z. Naturforsch, 65 c: 201-206.
  7. Kartal, M., Konuklugil, B., Indrayanto, G., Alfermann, A.W. 2004. Comparison of different extraction methods for the determination of podophyllotoxinand 6-methoxypodophyllotoxin in Linum species. Journal of Pharmacology, 35: 441-447.
  8. Knudsen, H., Hansen, L. 1996. Nomenclatural notes to Nordic Macromycetes Vol. 1 and 3. Nordic Journal of Botany, 16(2): 211-221.
  9. Kuo, M., Methven, A. 2010. 100 Cool Mushrooms. Ann Arbor: University of Michigan Press. Michigan, USA, 210p.
  10. Mashayekhi, K., Atashi, S. 2014. The analyzing methods in plant physiology. Sirang press. Gorgan, 310p. (In Persian)
  11. Mehrirad, N. 2014. Possibility to increase Betulin extract of Betula litwinowii callus in In vitro condition, M.Sc. thesis in Sylviculture and Forest Ecology, Gorgan University of Agricultural Sciences and Natural Resources, Gorgan, Iran, 74p.
  12. Payam­noor, V., Nazari, J., Alizade, M. 2013. Report of research and technology faculty of forest sciences in iran, callogenesis of birch and evaluation of betulin compared to other vegetative organs of the tree using HPLC techniques, 30p.
  13. Rice-evans, C. 2004. Flavonoids and is flavones (absorption, metabolism and bioactivity). Free Radical Biology and Medicine, 36: 827-830.
  14. Tabari, Sh.M., Ghorbanli, M., Safaiyan, Sh., Mosazade, S.M. 2013. Compare features antioxidant and phytochemical Trametes gibbosa. New cellular and molecular biotechnology journal, 3(10): 74-78. (In Persian)
  15. Thillaimaharani, K.A., Sharmila, K., Thangaraju, P., Karthick, M., Kalaiselvam, M. 2013. Studies on antimicrobial and antioxidant properties of oyster mushroom Pleurotus florida. International Journal of Pharmaceutical Sciences and Research, 4(4): 1540-1545.
  16. Yan-Hong, B., Yong-Qiang, F., Duo-Bin, M., Chun-Ping, Xu. 2012. Optimization for betulin production from mycelia culture of Inonotus obliquus by orthogonal design and evaluation of its antioxidant activity. Journal of the Taiwan Institute of Chemical Engineers, 43:663–690.
  17. Yin, Y., Cui, Y., Ding, H. 2007. Optimization of betulin extraction process from Inonotus Obliquus with pulsed electric fields. Journal of Innovative Food Science and Emerging Technologies, 9: 306–310.
  18. Zhao, G., Yan, W.D., Cao, D. 2007. Simultaneous determination of Betulin and Betulinic acid in white birch bark using RP–HPLC, Journal of Pharmacology Biomedical Anal. 43: 959–962.