بررسی اثر زمان برداشت بر برخی از خصوصیات فیتوشیمیایی برگ گیاه دارویی (.Cynara scolymus L )

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانش آموخته دکتری اکولوژی گیاهان زراعی گروه اکوفیزیولوژی گیاهی دانشکده کشاورزی دانشگاه تبریز

2 عضو هیئت علمی بخش تحقیقات فنی و مهندسی کشاورزی، مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی و منابع طبیعی استان اصفهان، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، اصفهان، ایران

چکیده

کنگرفرنگی (Cynara scolymus L.) گیاهی چند ساله از تیره Asteraceae است که در سراسر جهان جایگاه ویژه‌ای در صنایع داروسازی و غذایی دارد. به منظور ارزیابی برخی خصوصیات فیتوشیمیایی برگ کنگرفرنگی در مراحل مختلف رشدی، آزمایشی در قالب طرح بلوک‌های کامل تصادفی با 3 تکرار در اصفهان طی دو سال زراعی متوالی (1394 -1393 و 1394-1395) به اجرا در آمد. تیمارها برداشت برگ در مراحل مختلف رشدی (مرحله رشد رویشی، غنچه دهی و گلدهی) در سال دوم رشد بودند. پس از برداشت میزان فنل‏ کل (روش فولین سیوکالتیو)، فلاونوئید ‏کل (روش رنگ سنجی آلومینیوم کلرید)، کلروژنیک اسید (کروماتوگرافی مایع با کارایی بالا) و توانمندی ‏آنتی‏اکسیدانی به دو روش قدرت مهارکنندگی رادیکال آزاد DPPH و قدرت احیاءکنندگی مورد بررسی قرار‏ گرفت. نتایج نشان داد خصوصیات فیتوشیمیایی و توانمندی ‏آنتی‏اکسیدانی برگ طی مراحل مختلف رشدی از مقادیر متفاوتی برخوردار بود به نحوی که بیشترین مقدار فنل کل (25/76 میلی‌گرم گالیک اسید در گرم ماده خشک)، فلاونوئید کل (28/1 میلی‌گرم کوئرستین در گرم ماده خشک)، کلروژنیک اسید(25/2 درصد در ماده خشک)، قدرت مهارکنندگی رادیکال آزاد DPPH (34/92 درصد) و قدرت احیاءکنندگی (16/2) عصاره برگ در مرحله غنچه دهی مشاهده شد. همبستگی مثبت و معنی‌داری بین فنل کل با فلاونوئید کل و فعالیت آنتی اکسیدانی وجود داشت. همچنین رابطه بین کلروژنیک اسید با قدرت مهارکنندگی رادیکال آزاد DPPH و قدرت احیاءکنندگی مثبت و معنی‌دار بود. با توجه به نتایج حاصله، برداشت برگ کنگرفرنگی در مرحله غنچه دهی به لحاظ دارا بودن ویژگی‌های فیتوشیمیایی و فعالیت آنتی اکسیدانی مطلوب، مناسب‌تر از سایر مراحل رشدی است.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


 

 

فصلنامه اکوفیتوشیمی گیاهان دارویی، شماره پیاپی 24، سال ششم، شماره 4، زمستان 1397

 


بررسی اثر زمان برداشت بر برخی از خصوصیات فیتوشیمیایی برگ گیاه دارویی

کنگرفرنگی (Cynara scolymus L.)

 

مرضیه اله دادی1*، لاله مشرف2

1دکتری اکولوژی گیاهان زراعی دانشکدهکشاورزیدانشگاهتبریز، تبریز، ایران

2عضو هیات‌علمیبخش تحقیقات فنی و مهندسی کشاورزی، مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی 

و منابع طبیعی استان اصفهان، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، اصفهان، ایران.

 

تاریخ دریافت: 05/11/96   تاریخ پذیرش: 19/10/97

 

چکیده

کنگرفرنگی (Cynara scolymus L.)گیاهی چند ساله از تیرهAsteraceae استکه درسراسرجهان جایگاهویژه­ای در صنایعداروسازی وغذاییدارد.بهمنظورارزیابیبرخیخصوصیاتفیتوشیمیاییبرگکنگرفرنگی درمراحلمختلفرشدی،آزمایشیدرقالبطرح بلوک­هایکاملتصادفیبا 3 تکرار درمرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی اصفهان طی دو سال زراعی متوالی (1394 -1393 و 1394-1395) به اجرادر آمد.تیمارهاشامل برداشت برگ در مراحل مختلف رشدی (مرحله رشد رویشی، غنچه دهی و گلدهی) در سال دوم رشد بودند. پس از برداشت برخی خصوصیات کیفی برگ از جملهمیزان فنل‏ کل(روش فولین سیوکالتیو)، فلاونوئید ‏کل (روشرنگ سنجی آلومینیوم کلرید)،کلروژنیکاسید (کروماتوگرافی مایع با کارایی بالا)وتوانمندی ‏آنتی‏اکسیدانی به دو روش قدرت مهارکنندگی رادیکال آزاد DPPHو قدرت احیاءکنندگی مورد بررسی قرار‏ گرفت.نتایج نشان داد که خصوصیاتفیتوشیمیایی و توانمندی ‏آنتی‏اکسیدانیبرگ طیمراحلمختلفرشدیازمقادیرمتفاوتی برخورداربودبهنحویکهبیشترینمقدار فنل کل (25/76 میلی‌گرم گالیک اسید در گرم ماده خشک)، فلاونوئید کل (28/1 میلی­گرم کوئرستین در گرم ماده خشک)، کلروژنیک اسید(25/2 درصد در ماده خشک)،قدرت مهارکنندگی رادیکال آزاد DPPH (34/92 درصد) و قدرت احیاءکنندگی (16/2) عصارهبرگدر مرحله غنچه دهیمشاهدهشد.همبستگیمثبتومعنی­داریبینفنلکل با فلاونوئید کل و فعالیت آنتیاکسیدانی وجود داشت. همچنین رابطه بین کلروژنیک اسید با قدرتمهارکنندگیرادیکالآزاد DPPH و قدرتاحیاءکنندگی مثبت و معنی­دار بود. با توجه به نتایج حاصله، برداشت برگ کنگرفرنگیدر مرحله غنچه دهی به لحاظدارا بودن ویژگی­های فیتوشیمیایی و فعالیت آنتیاکسیدانی مطلوب، مناسب­تر از سایر مراحل رشدی است.

 

واژه‌هایکلیدی:آنتی‌اکسیدان، زمان برداشت،فلاونوئید وفنل کل،کلروژنیک اسید، کنگر فرنگی[1]

 



مقدمه

کنگر فرنگی (Cynara scolymus L.) گیاهی چندساله و متعلق به خانواده Astraceae است کهبومیجنوب مدیترانه وشمالآفریقامی­باشد (Lattanzio et al., 2009).طبقآخرینآمارفائو،درسال2014سطحزیرکشت کنگرفرنگی درایرانبرابر 916هکتار با عملکرد ومیزانتولیدی به‌ترتیب معادل 188152 کیلوگرم در هکتار و 17239تنبودهاست (FAO, 2014). این گیاه در بسیاری از مناطق جهانجهت مصرف غنچه­ها که بخش­های خوراکی آن هستند کشت می­شودو به صورت سبزی تازه، کنسرو شده یا منجمد مورد مصرف قرار می­گیرد (Pistónet al.,2014). برگ­های کنگرفرنگی در منابع به عنوان اندام دارویی گیاه معرفی شده­اند و به دلیل دارا بودن خواصفارماکولوژیک بسیاریاز جمله اثرات محافظت کننده از کبد (Aksu & Altinterim, 2013)، کاهش دهنده قند خون(Mohamed Abdel Magiedet al., 2016)، کاهش دهنده چربی خون (Mocelinet al., 2016)، اثر آنتی­اکسیدانی (Alencaret al., 2014) و خواص ضد میکروبی (Fratianniet al., 2014)مورد توجه زیادی در عرصه مطالعات دارویی قرار گرفته­اند. در طبسنتیتاثیر این گیاه در افزایش ترشح صفراوکاهشکلسترولبهسینارینوکلروژنیک اسید موجوددربرگوبرچه­هایآننسبتدادهشدهاست (Alonso et al., 2006)وخواص دارویی آن عمدتا به این دو ترکیب مربوطمی­باشد که در برگهای آن به وفور یافت می­گردد (Melilliet al., 2007; Allahdadi & Raei, 2017)در حال حاضر این گیاه در تعدادی از کارخانه­های داروسازی داخل کشور در مقیاس وسیع جهت فرآوری و استخراج مواد دارویی مورد استفاده قرار می­گیرد.

متابولیت­هاىثانویهترکیباتیهستندکهتوسطگیاهان تولیدمی­شوندوفعالیت­هایفیزیولوژیکیاساسیکهمواداولیهدرگیاهانجاممی­دهندرابرعهدهندارندامااینترکیباتنقشاساسیدرسازگاریگیاهانبهمحیط اطرافدارند.ترکیباتفنلىازمهمترینگروه­هایمتابولیت­هاىثانویهدرگیاهانهستندکهبهطورگستردهدرسراسر گیاهپخششده‌اندوتأثیراتبیولوژیکىمتعددى همچونفعالیتآنتىاکسیدانىوضد باکتریایى دارند. فعالیتآنتىاکسیدانىپلیفنل­هادرگیاهان عمدتابهعلتویژگى­هاىکاهشاکسایشیدر ساختارشیمیایىآنهاستکهنقشمهمىدرخنثى کردنرادیکال­هاىآزاد،احاطهکردنفلزاتانتقالىو فرونشاندنمولکول­هاىاکسیژنیگانهوسهگانهاز طریقتغییرمکانیاتجزیهپراکسیدهادارند. این ویژگى­هاباتأثیراتمفیدآنتىاکسیدان­هایطبیعیبر سلامت،درارتباطاستکهبهدلیلتأثیرات بازدارندگىاینترکیباتدرمقابلپیشرفتبسیارىاز بیمارى­هاىوابستهبهتنشاست(Sheikhi et al., 2014).علاوه بر این آنتیاکسیدان­هابهصورتگسترده­ایبهعنوانموادافزودنی برایبهتأخیرانداختنفرآینداکسیداسیونو جلوگیریازتخریبموادغذاییمورداستفادهقرارمی­گیرند(Kamkar etal., 2010).فلاونوییدهانیزگروهبزرگیازترکیباتفنلیبا بیشاز3000ساختارویکیازمهمترینترکیبات ثانویدرگیاهانهستندکهعمدتادراکثرگیاهان داروییبامقادیرمختلفیافتمی­شوند،حدود4000 نوعترکیبمتعلقبهگروهفلاونوییدهادرگیاهان وجوددارندکهطیمسیرسنتزفنلپروپانوئیددرگیاه سنتزمی­شوندوعمدتاشاملفلاون،فلاونولو آنتوسیانین‌هاهستند (Siriamornpus et al., 2010).

نتایج تحقیقات مختلف نشان داده است که مواد مؤثره در اندامهای گیاه هیچگاه ثابت نیست و متناسب با مراحل رشد گیاه و شرایط متفاوت محیطی قابل تغییر است و کاملاً وابسته به فاکتورهای محیطی، شرایط رویشگاهی، زمان برداشت، تنوع ژنتیکی و فنولوژیگیاه است (Dambolena et al., 2010).برداشت گیاهان دارویی در زمـان نامناسـب نـه تنهـا میـزان محصول به دست آمده را کاهش می­دهد، بلکه محصول برداشت شده نیز از کیفیت مطلوبی برخوردار نخواهد بود. زیرا عملکـرد انـدام مـورد نظر و همچنین میزان متابولیت­های ثانویه یک گیاه دارویی در مراحل مختلف رشد و نمو گیاه متفاوت است (Omidbaigi, 2005).پاندینووهمکاران (Pandino et al., 2013). تغییراتپلیفنل­هادربخش­هایمختلفکنگر فرنگیرا که ازماهنوامبرتاآوریل به صورتماهانهبرداشتشدهبود موردبررسیقراردادند وبر اهمیت زمانبرداشت و شرایطآبوهواییدرطولبرداشتبرترکیبشیمیایی اندام­های مختلفکنگر فرنگی تاکید نمودند.همچنین اظهار داشتند کهمحتوای کمیوکیفی پلیفنلدر بخش­هایمختلفگیاهبهزمانبرداشتواکنش نشان دادو زمان مطلوب برداشت غنچه­ها را از ماه فوریه تا آوریل عنوان نمودند.قاسم‏نژاد و همکاران (Ghasemnezhad et al., 2012) تاثیر زمان برداشت بر کیفیت برگ گیاهان حاصل از پاجوش کنگر فرنگی را در 12 زمان مختلف با فاصله زمانی 15 روزه مورد بررسی قرار دادند و اظهار داشتند که شاخص‏های کیفی برگ (فنل‏ کل، فلاونوئید ‏کل و توانمندی ‏آنتی‏اکسیدانی) اغلب تحت‌تاثیر زمان برداشت متفاوت بود و با توجه به فقدان جهت‏گیری مشخص تغییرات پتانسیل آنتی‏اکسیدانی و عوامل آن در عصاره برگ کنگر فرنگی تحت‌تاثیر یک دوره زمانی 6 ماهه با 12 برداشت در شرایط یکسان مواد غذایی، تغییرات دمایی و نور مهمترین عامل ایجاد تغییرات مشاهده شده بود و ارتباط مشخصی بین ‏سن فیزیولوژیکی برگ با میزان مواد موثره و فعالیت آنتی‏اکسیدانی وجود نداشت.

از آنجاییکه میزان مواد مؤثره گیاه متناسب با میزان رشد آنمتغیر استلذا تعیین بهترین زمان برداشت بهمنظوردستیابی به میزان مطلوب متابولیت­های ثانویه در راستای تامین گیاه مناسب برای صنایع داروییاز اهمیت بسزایی برخوردار است.با توجه به اینکه تمرکز اکثر تحقیقات انجام شده بر بخش خوراکیگیاه (غنچه) معطوف بوده است و هنوز گزارش کاملی در رابطه با تاثیر زمان برداشت بر ترکیبات فیتوشیمیاییبرگ کنگر فرنگی انجام نشده است وهمچنین با در نظر گرفتن اهمیت این گیاهدر صنعت داروسازی به ‏دلیل داشتن ترکیبات پلی‏فنلی و فلاونوئیدی، این پژوهش با هدف بررسی تغییرات ترکیبات فیتوشیمیایی در مراحل مختلف رشدکنگر فرنگی و مدیریت بهتر زمان برداشت به اجرا در آمد.

 

موادوروش­ها

این پژوهش طی دو سال زراعی متوالی (1394-1393 و 1394-1395) در مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی اصفهان (عرض جغرافیایی 32 درجه و 36 دقیقه شمالی و طول جغرافیایی 51 درجه و 26 دقیقه شرقی با ارتفاع 1612 متر از سطح دریا) که بر اساس تقسیم‌بندی گوسن دارای اقلیم نیمه‌بیابانی خفیف است (Karimi, 1992) درقالبطرحبلوک‌هایکاملتصادفیبا3تکراراجراشد.تیمــارهاشامل برداشت برگ (اندام دارویی گیاه) در مراحل مختلف رشدی(مرحله رشد رویشی، غنچه دهی و گلدهی) بودند.

کشت بذور کنگر فرنگی در تاریخ‌6 اردیبهشت‌ماه 1393در وسط هر پشته به صورت کپه­ای انجام شد. بر اساس نتایج آزمون خاک و ویژگی­های گیاه، کود شیمیایی به نسبت 200 کیلوگرم نیتروژن خالص در هکتار از منبع کود اورهدرنظرگرفتهشد.نیمیازکودنیتروژنی قبلازکاشتونیمدیگر به صورتسرکدرمرحله7-8برگیمصرفشد. در مرحله سه برگی (15 روز پس از کاشت) عملیات تنک انجام شد. مبارزه با علف­های هرز تا زمان استقرار گیاه به روش مکانیکی انجام گرفت. طول هر کرت 5 و عرض آن 5/3 متر در نظر گرفته شد که شامل 5 ردیف با فاصله 70 سانتی‌متر بود. فواصل بوته­ها روی پشته 35 سانتی­متر با تراکم 4 بوته در مترمربع در نظر گرفته شدند.مطابق نتایج آزمون خاک، در سال دوم نصف میزان کود نیتروژنی سال قبل، به کرت­های آزمایشی اضافه شد.جهتتعیین برخی صفات کیفی برگ­هایگیاهدر سال دوم رشد ودرمراحلرشدرویشی،غنچه دهی و گلدهیبرداشت شدند.ابتدابرگ‌هادرمحیطآزمایشگاهودردمایطبیعیخشکشدهسپسدرآسیاببه‌ صورتپودردرآمدند. برایتهیهعصارهمتانولی ازبرگگیاهازروشخیساندناستفادهشد. نمونه­هایپودرشدهوزنشدهومقدار ۵ گرمازپودرنمونهدرارلن ۵۰ میلی‌لیتریریختهشدسپسبهآن ۵۰ میلی‌لیترمتانول ۸۰ درصداضافهشد (نسبتنمونهبهمحلولمتانولی ۱به ۱۰ بود) و بر روی شیکردردمایآزمایشگاهقراردادهشدتاعملخیساندنکاملوترکیباتگیاهازآنخارجگردد. پساز ۲۴ ساعتبااستفادهازکاغذصافیمحلولمتانولیحاوینمونهصافشد. پسازآنمحلولمتانولیبه منظورخارجکردنمتانولازعصارهبهدستگاهروتاریانتقالداده شد. پسازتبخیرمتانولدردستگاه،عصارهخالصتازمانانجامآزمایشدریخچال4+درجه سانتی‌گرادنگه­داریگردید.

اندازه­گیریترکیباتفنلیکلبهروشفولیین سیوکالتیوانجامگرفت. برای اندازهگیری فنل 5/0 میلی­لیتر از عصاره متانولی (160 میلی­گرم عصاره حل شده در 50 میلی­لیتر متانول) با 5 میلی­لیتر فولین سیوکالتیو (1 به 10 رقیق شده با آب مقطر)مخلوط شده، سپس 4 میلی­لیتر کربنات سدیم یک مولار (6/10 گرم در 100 میلی­لیتر آب مقطر) به نمونه اضافه شد. کالیبره کردن دستگاه اسپکتروفتومتر با ترکیب متانول، فولین سی کالتیو و کربنات سدیم انجام شد. محلول فوق 15 دقیقه در تاریکی نگه داشته شده و سپس در طول موج 760 نانومتر قرائت شد (McDonald et al.,2001). برای رسم منحنی کالیبراسیون از غلظت‌های متفاوت گالیک اسید (0، 50، 100، 150، 250 و 500 میلی­گرمبرلیتر) استفاده شد.

بهمنظور اندازه‌گیری محتوی فلاونوئید کل5/0میلی­لیتر از عصاره متانولی با 5/1 میلی­لیتر متانول، 1/0 میلی­لیتر آلومنیوم کلرید 10 درصد در اتانول (10 گرم آلومنیوم کلرید در 100 میلی­لیتر اتانول و آب مقطر)، 1/0 میلی­لیتر استات پتاسیم یک مولار (41/2 گرم در 10 میلی­لیتر آب مقطر) و 8/2 میلی­لیتر آب مقطر مخلوط شد (Chang et al., 2002). برای تهیه شاهد به جای عصاره متانولی، تنها از متانول خالص استفاده شد. مخلوط نمونه نیم ساعت در تاریکی نگه داشته شده و سپس بلافاصله در طول موج 415 نانومتر قرائت شد. غلظت‌های مختلف از استاندارد کوئرستین (0، 10، 50، 100 و 200 میلی­گرم در لیتر) ساخته شده و منحنی استاندارد رسم شد.

اندازه‌گیریفعالیتآنتیاکسیدانی با دو روش قدرت مهارکنندگی رادیکال آزادDPPH[2]و قدرت احیاءکنندگی مورد بررسی قرار‏ گرفت.بهمنظور اندازهگیری فعالیت آنتی­اکسیدانی به 40 میکرولیتر از عصاره مورد مطالعه 3 میلی‌لیتر از معرفDPPH (4 میلی­گرم رادیکال در 100 میلی­لیتر متانول) اضافه و مخلوط شد. نمونه­ها بهمدت 30 دقیقه در تاریکی نگهداری شده سپس جذب نمونه­ها در طول موج 515 نانومتر قرائت شد. اعداد بهدست آمده از جذب نمونه با استفاده از رابطه زیر به درصد مهار تبدیل شد (Wong et al., 2006).

رابطه (1)

درصد مهار رادیکال آزاد DPPH

که در این رابطهAcو As به ترتیب جذب محلول متانولیDPPH و جذب نمونه­ها در 515 نانومتر می­باشند.در روشآزمونقدرتاحیاءکنندگی5/2میلی­لیترعصارهبا5/2میلی­لیتربافرفسفاتسدیم (6/6=pH ) و5/2 میلی­لیترپتاسیمفریسیانید1% مخلوطوبه‌مدت20 دقیقهدرحمامآب بادمای 50 درجه سانتی­گراد قرارگرفت. سپس5/2 میلی­لیتر تریکلرواستیکاسید 10% (وزنی:حجمی)بهنمونه­هااضافهشد. نمونه­هابهمدت10دقیقهباسرعتrpm650 سانتریفوژ شدند.ازمحلولروییپسازسانتریفوژ5 میلی­لیتر بهدقتبرداشتهوپسازافزودن 5 میلی­لیترآبمقطر و 1 میلی­لیترکلریدآهن ІІІ(1/0 %) جذبنمونه­هادرطولموج700نانومترقرائتشد(Koksal et al., 2011). افزایشجذبدرمخلوطواکنشبهمفهومافزایشقدرتاحیاکنندگىاست.

جهت اندازه گیری کلروژنیک اسید25/0گرمنمونهپودرشده برگکنگرفرنگیرابا١٠میلی­لیترمتانولبهمدتدهدقیقهرویحمام آب گرم٧٠درجهسانتیگرادحرارتدادهسپسصافکردهوحلالرابهحجم١٠میلی­لیتررسانده، پس از آننمونهمورد نظر به دستگاهHPLC مدل ولکروم[3] 2000، تزریق شد و در نهایت مقدار کلروژنیک اسید در طول موج 325 نانومتر قرائت گردید (Zhanget al., 2004).سپس برایتجزیهواریانسداده­ها و محاسبه ضرایبهمبستگیسادهبین صفات از نرم‌افزارSPSS استفادهشدومیانگینداده­هابااستفادهازآزموندانکندرسطحاحتمال 5%مقایسهشدند.

نتایج

همانطورکهدرجدول2مشاهدهمی­شودمیزانفنلبرگتحتتاثیر برداشت درمراحل مختلف رشد قرارگرفت. باتوجهبهجدول 3بیشترینمیزانفنلبرگ (25/76 میلی­گرمگالیکاسیددرگرممادهخشک)در مرحله غنچه دهی وکمترینمیزان (5/70 میلی­گرم گالیکاسیددرگرممادهخشک) درمرحله گلدهیمشاهدهگردید البتهبین مرحله گلدهی و رویشی اختلافمعنی­داریوجود نداشت (جدول 3).

تأثیربرداشت در مراحل مختلف رشدی برمیزانفلاونوئیدبرگکنگرفرنگیمعنی­داربود (جدول2). همانطورکهدرجدول مشاهدهمی­شود،بیشترینمیزانفلاونوئید (28/1 میلی­گرمکوئرستیندرگرممادهخشک) در مرحله غنچه دهی حاصلشد که با مرحله رویشی اختلاف معنی­داری نداشت. کمترینمیزانآن (93/0 میلی­گرمکوئرستیندرگرممادهخشک) هم به مرحله گلدهی اختصاص داشت (جدول 3).

همانگونهکه درجدولتجزیهواریانسمشاهدهمی­شود،زمان برداشتمیزانکلروژنیک اسید برگرابهشکلمعنی­داریتحتتاثیر قرارداد. باتوجهبهجدول 3،بالاترینمیزان کلروژنیک اسید (25/2 درصد در ماده خشک) مربوطبه مرحله غنچه دهی بود وکمترینمیزان آن (97/1 درصد در ماده خشک) در مرحله رویشی مشاهده شد که از لحاظ آماری اختلاف معنی­داری با مرحله گلدهی نداشت.

نتایج حاصل از سنجش فعالیتآنتی­اکسیدانی عصاره‌های گیاه بر اساس روش قدرتمهارکنندگیرادیکالآزاد DPPH تاثیرمعنی­دار زمان برداشت رابرمیزانفعالیتآنتی­اکسیدانیبرگ نشان داد (جدول 2). بیشترینفعالیتآنتی­اکسیدانی (34/92 درصد) در مرحله غنچه دهی مشاهدهشدوکمترینمیزان آن (34/84 درصد) بهمرحله گلدهی مربوط بود که با مرحله رویشی اختلاف معنی­داری نداشت (جدول 3).

عصاره­های حاصل از مراحل مختلف رشدی از نظر قدرتاحیاءکنندگی اختلاف معنی­داری با یکدیگر داشتند (جدول 2). نتایج حاصل از مقایسه میانگین­ها نشان داد که مرحله غنچه دهی بیشترین میزان قدرتاحیاءکنندگی را داشت و مرحله رشد رویشی و گلدهی هم از لحاظ آماری اختلاف معنی‌داری نداشتند و در یک گروه آماری قرار گرفتند (جدول 3).

بررسیهمبستگیبینصفاتفیتوشیمیاییموردمطالعهنشان داد که همبستگیمثبتومعنی­داریبینفنلکل با فلاونوئید کل، قدرتمهارکنندگیرادیکالآزاد DPPH و قدرتاحیاءکنندگی وجود داشت. کلروژنیک اسیدنیز رابطه مثبت و معنی­داری با قدرتمهارکنندگیرادیکالآزاد DPPH و قدرتاحیاءکنندگی نشان داد. رابطه میان قدرتمهارکنندگیرادیکالآزاد DPPH با فنلکل و فلاونوئید کل هم مثبت و معنی­دار بود (جدول 4).

 

جج

جدول1: ویژگی­های فیزیکی وشیمیایی خاک محل آزمایش

هدایت الکتریکی

(dS/m)

اسیدیته

(%)

کربن آلی

(%)

نیتروژن کل (%)

فسفر

(mg/kg)

پتاسیم

(mg/kg)

بافت خاک

8/2

7/7

065/0

04/0

14

250

لومی رسی

 

جدول 2: تجزیه واریانس برخی صفات کیفی برگ کنگرفرنگی در مراحل مختلف رشدی

منابع تغییر

درجه آزادی

میانگین مربعات

فنل

فلاونوئید

کلروژنیک اسید

قدرت مهارکنندگی رادیکال آزاد DPPH

قدرت احیاءکنندگی

تکرار

3

135/4ns

001/0 ns

001/0 ns

194/6 ns

005/0 ns

مرحله رشدی گیاه

2

269/26*

094/0*

061/0**

169/49*

059/0*

خطا

6

77/1

006/0

002/0

087/4

003/0

ضریب تغییرات (%)

 

51/1

87/3

13/2

77/2

84/4

ns ، *و ** به‌ترتیب غیر معنی­دار و معنی­دار در سطح احتمال پنج درصد و یک درصد

 

جدول 3: تاثیر برداشت در مراحل مختلف رشدی بر برخی صفات کیفی برگ کنگر فرنگی

مرحلهفنولوژیکی

فنل

(mg GAE g-1 DW)

فلاونوئید

(mg QE g-1 DW)

کلروژنیک اسید

(%DM)

قدرتمهارکنندگیرادیکالآزاد

DPPH(%)

قدرت احیاکنندگی (جذب درnm700)

رویشی (رزت)

15/72 b

17/1 a

97/1 b

28/87 b

92/1 b

غنچه دهی

25/76 a

28/1 a

25/2 a

34/92 a

16/2 a

گلدهی

5/70 b

93/0 b

04/2 b

34/84 b

91/1 b

میانگین­هایی با حروف مشترک در هر ستون نشاندهنده عدم اختلاف معنی­دار در سطح احتمال 5درصد می­باشند.

 

 

 

جدول 4: ضریب همبستگی میان صفات اندازه‌گیری شده در مراحل مختلف رشدی

صفات

فنل

فلاونوئید

مهارکنندگیرادیکالآزاد DPPH

قدرت احیاکنندگی

کلروژنیک اسید

فنل

1

 

 

 

 

فلاونوئید

*78/0

1

 

 

 

مهارکنندگیرادیکالآزاد DPPH

*74/0

*72/0

1

 

 

قدرت احیاکنندگی

**88/0

65/0

*71/0

1

 

کلروژنیک اسید

63/0

49/0

*67/0

** 79/0

1

** معنی­دار در سطح احتمال یک درصد * معنی­دار در سطح احتمال پنج درصد

 

 

Minutes

 

شکل1: کروماتوگراماستاندارد کلروژنیک اسید

 

 

Minutes

شکل 2: کروماتوگرام  HPLCمربوط به ترکیب کلروژنیک اسید در

عصاره متانولی برگ کنگر فرنگی در مرحله رشد رویشی

 

Minutes

شکل 3: کروماتوگرام  HPLCمربوط به ترکیب کلروژنیک اسید در

عصاره متانولی برگ کنگر فرنگی در مرحله غنچه دهی

 

 

Minutes

 

شکل 4: کروماتوگرام HPLCمربوط به ترکیب کلروژنیک اسید در

عصاره متانولی برگ کنگر فرنگی در مرحله گلدهی

 


بحث

ترکیباتفعالزیستیشاملفنول­ها و فلاونوئید­ها دراندام­های مختلفکنگر فرنگی وجود داردوپتانسیلداروییگیاه به حضور این ترکیباتفیتوشیمیایی مرتبط است(Ceccarelliet al., 2010; Pandino et al., 2011; Lombardo et al., 2013; Tsevegsurenet al., 2014).همچنین اثرآنتی‌اکسیدانی این گیاهدرتحقیقات متعددی (Alencar et al., 2014; Pistón et al., 2014; Magielse et al., 2014)گزارش شده است. مطالعات مختلف نشان داده که ساختوتجمع متابولیت­های ثانویه در گیاهان داروییبهوسیله­یبرهمکنشپیچیدهبینعواملدرونی (فنولوژیومراحلرشد)وعواملمحیطیشاملفاکتورهایزیستیوفاکتورهایغیرزیستیتنظیممی­شود (Abdalla & El-Khoshiban, 2007). نتایج پژوهش حاضر نیزحاکی از این است کهبرداشت در مراحل مختلف فنولوژیک می­تواند خصوصیات کیفی برگ کنگر فرنگی را تحت تأثیر قرار دهد (جدول 2). مقادیرفنل کل، فلاونوئیدکل، قدرت مهارکنندگی رادیکال آزاد DPPH، قدرت احیاکنندگی و میزان کلروژنیک اسید عصاره برگ کنگر فرنگی طیمراحلمختلف رشدیازمقادیرمتفاوتی برخورداربودبهنحویکهبیشترینمقدار فنل کل، فلاونوئیدکل،کلروژنیک اسید،قدرت مهارکنندگی رادیکال آزاد DPPH و قدرت احیاکنندگی در مرحله غنچه دهیمشاهدهشد و با ورود گیاه به مرحله گلدهی به علتمسنشدنوریزشبرگ­هاودر نتیجه کاهش تولیدﻣﻮادﻓﺘﻮﺳﻨﺘﺰی فعالیـت آنتی­اکسیدانی و ﻏﻠﻈﺖﺗﺮﮐﯿﺒﺎتﻓﻨﻮﻟﯽ و فلاونوئیدی برگ کاهش یافت. ارتباطمثبتیبینمیزانترکیباتفنلیوقدرت آنتی­اکسیدانیگیاهوجودداشت که نشان می­دهد بالابودنترکیباتفنلی دلیلعمدهبالابودنفعالیتآنتی­اکسیدانیعصاره متانولی برگ می­باشد.نتایج تحقیقات گذشته(Alghazeer et al., 2012; Lombardo et al., 2013; Pandino et al., 2011; Nouraei et al., 2016) نیز همبستگیبینمحتوایفنلیوفعالیتآنتی­اکسیدانی کنگر فرنگی را تایید نموده و نشان داده­اند که ترکیباتفنلیعاملتعیینکنندهبسیارمهمدر فعالیت­هایآنتی­اکسیدانی این گیاه هستند.بر اساس تحقیقات انجام شده در غلظت‌های بالاتر ترکیبات فنلی، به دلیل افزایش تعداد گروههای هیدروکسیل موجود در محیط واکنش، احتمال اهداء هیدرژون به رادیکالهای آزاد و به دنبال آن قدرت مهارکنندگی عصاره افزایش می­یابد (Zhang et al., 2009). نتایج بررسی قابلیتاحیا­کنندگىعصاره بذر کنگرفرنگی نشان داد که قابلیتاحیاکنندگى بالاترباکمکانتقالالکترونباعثپایانیافتن واکنش­هاىزنجیره­اىمى­شود (Mansol Mollashahi Khumaki & Varasteh Moradi, 2015).

کلروژنیک اسید از جمله ترکیبات آنتی­اکسیدان و ضد سرطان بوده و تعیین مقادیر ناچیز آن در انواع فرآورده­های دارویی حاصل از این گیاه از دغدغه­های صنایع دارویی می­باشد.رابطهبین کلروژنیک اسید با قدرتمهارکنندگیرادیکالآزاد DPPH و قدرتاحیاءکنندگی نیز مثبت و معنی­دار بود.فعالیتآنتیاکسیدانی کلروژنیک اسیدتوسطسیتووهمکاران(Sato et al., 2011) گزارششدهاست.

لازمبهذکراستکه تحقیقات چندانی در مورد فعالیتآنتیاکسیدانیو ترکیبات فیتوشیمیایی کنگر فرنگی درمراحلفنولوژیک انجامنشدهاست.بااینحال،مطالعاتمتعدد در رابطه با سایر گیاهاننشاندادهاستکهمحتوای ترکیباتثانویه گیاهبهمراحل فنولوژیکبستگیدارد.از جمله بررسی میزان متابولیت­های ثانویه گیاه آرتیشوی خاردار(Cynara cardunculus)نشان داد کهاسیدهایفنلی برگهابارشدگیاهروند افزایشی داشتند (Borgognone et al., 2014).درگیاه مرزنجوش (Origanum majorana L.) مرحلهابتدای رشدرویشیحداکثرمحتوایفنلیرا داشت اما دراواخر رشدرویشی، از آنجایی که گیاهفنول­هارابرایآمادهسازیخودبرایفرآیند چوبی شدنتجمع می­دهد میزان این ترکیبات کاهش می­یابدزیرا لیگنینپلیمریاستکهازترکیباتفنلیتشکیلشدهاست (Baâtour et al., 2012). نتایجتحقیق برروی مقادیرترکیبات فنولیکوفعالیتآنتی­اکسیدانیدرعصارهگیاه گون (Astragalus compactus L.)، نشان داد که مقدار این ترکیبات بهمرحله نمویگیاهبستگیداشتهوبالاترینمقادیردرمرحله­یمیوه‌دهیدیدهمی­شود. همچنینمقادیرترکیباتفنولیبهشدتوابستهبه شرایطمحیطیهمچوندماوتابشخورشیدمی­باشد (Naghilooet al., 2012).بامطالعهدرصدفعالیتآنتی­اکسیدانیومحتویفنلکل مرزه سهندی (Satureja sahandica Bornm.) مشخصشدکهاینخصوصیاتتحتتأثیرمراحلمختلففنولوژیکیگیاهقرارمی­گیرند وبیشترینمیزانرا درمرحلهگلدهیکاملدارند (Ghamari et al., 2016).عصاره نعناع ارغوانی (Perilla frutescens L.) دارایبالاترینمقدارکلترکیباتفنلیدرمرحلهگلدهیکاملبود در حالی کهبالاترینقدرت مهارکنندگی رادیکال آزاد DPPH عصارهدرمراحلاولیهرویشیمشاهدهشد(Gai et al., 2017). درطول دورهرشدمرزنجوشبستانی (Origanum majorana L.) غلظتفنلکل همتوسطمراحلفنولوژیکیوهمتوسطفاکتورهایآبوهواییتحتتأثیرقرارگرفتوبهطورمعنی­داریبامرحلهرشدتغییرپیداکرد(Sellami et al., 2009). گیاهانبالغ خرفه(Portulaca oleracea L.) نسبتبهگیاهاننابالغ ازترکیبات فنلیوفعالیت آنتی­اکسیدانیبالاتریبرخوردار بودند (Uddin et al., 2012). شنبلیله (Trigonella foenum-graecum L.) درمرحلهرشدرویشیبیشترینمیزان فلاونوئیدهاومحتوایکلفنلیراداشت (Omezzine et al.,2014).جاکولجویچوهمکاران(Jakovljević et al., 2013) گزارشدادندکهمقدار فنل،فلاونوئیدکلوفعالیتآنتی­اکسیدانیدر گیاهمامیرانبزرگ (Chelidonium majus L.) بهمرحلهفنولوژیکیگیاهبستگی دارد. بررسیتغییراتمحتوایفنل،فلاونوییدکلوارزیابیعملکردآنتی­اکسیدانیعصاره گیاه کنگر (Gundelia tournefortii L.) درمراحلمختلفرشدی شامل مرحلهرویشی،گلدهیوبذردهینشان داد که گیاه درمرحلهگلدهی ازبیشترینمحتوایترکیباتفنلی، فلاونوییدیوعملکردآنتی­اکسیدانیبرخوردار است (Khalasi Ahwazi et al., 2016). علیرضایینقندر و همکاران (AlirezaieNoghgondar et al., 2016)با بررسی گیاه ترشکوحشی(Rumex turcomanicus Czerep) طیچهارمرحلهنمویمختلف(رشدرویشی، تورمجوانهانتهاییساقهگلدهنده، گلدهیکاملورسیدنبذر) گزارش کردند که بیشترینمقادیرفنل،فلاونوئید وفعالیتآنتی­کسیدانیاندامهواییدرمرحلهرسیدنبذر مشاهدهشد.نتایج ترابی و زرین کمر (Torabi & Zarin-Kamar, 2015) نشان داد که از دوره جوانه زنیتا زمان گلدهی هرچه بر سن برگ زعفران (Crocus sativus L.) افزوده می‌شود از میزان فنل کل آن کاسته شده و گیاه به سمت تولید سایرترکیبات ثانویه از جمله فلاونوئیدها پیش می‌رود همچنین با طی شدن مراحل رشد، برمیزان خواص آنتی اکسیدانی افزوده می­شود. اما پس از گلدهی میزان ترکیبات بدست آمده تقریبا در سطح مشخصی باقی می­ماند.صائب و همکاران(Saeb et al., 2011) خصوصیات فیتوشیمیایى برگ­های بادرنجبویه (Melissa officinalis L.)را درسهمرحلهمختلف (مرحلهرشدرویشی،مرحلهگلدهیومرحــلهبعدازگلدهی) بررسی نموده و بیان نمودند که درمرحلهگلدهی بیشترین میزان فنل کل،فلاونوئیدهاوقدرت مهارکنندگی رادیکال آزاد DPPH دربرگگیاه مشاهده شد. هوشانی و همکاران (Hoshani et al., 2013)اظهار داشتند که بیشترین میزان فنل کل و فعالیت به دام‌اندازی رادیکال DPPH در برگ گیاه عروسک پشت پرده (Physalis alkekengi)در مرحله بلوغ میوهبهدستآمد.همچنینمیزان فعالیت آنتی‌اکسیدانی عصاره برگ در روش سنجش قدرت احیا کنندگی آهنطی رشد گیاه از مرحله رویشی به مرحله زایشی افزایش معنی‌داری داشتو علت این امر رابه سطوح بالای ترکیبات آنتی‌اکسیدانی محلول در آب از جملهفنل، آنتوسیانین و فلاونوئیدهایی مانند لوتئولین و کوئرستین در برگ این گیاه در مرحله رسیدگی میوه نسبت دادند.یافته­هایسالم و همکاران (Salem et al., 2018) در گیاه پسته وحشی(Mentha pulegium) نشاندادکهمحتوایپلیفنول،فلاونوئیدهاوظرفیتآنتیاکسیدانیبهمراحلرشدیاینگیاهبستگیدارد و حداکثرتولیدفنلدرمرحلهگلدهی کاملبهدست آمد.بررسی فنول،فلاونوئیدوفعالیتآنتی­اکسیدانیعصاره آفتابگردان مکزیکی(Mexican sunflower) در مراحلرشد رویشیوزایشی نشان داد که ترکیباتشیمیاییگیاهی،محتوایآنهاوفعالیت­هایبیولوژیکیآنهابهـواملمحــیطی،مرحلهفنولوژیکوصفاتژنتیکی وابسته است و
مرحلهفنولوژیکیاثرمهمیدرتولید اینترکیباتدارد و عصارهگیاه درمرحلهرویشیبالاترینمیزان فنول،فلاونوئیدوفعالیتآنتی­اکسیدانی را نشانداد (Pretti et al., 2018).

 

نتیجه‌گیرینهایی

نتایج این پژوهش نشاندادکهمیزانترکیبات فیتوشیمیاییوعملکردآنتی­اکسیدانیبرگ کنگر فرنگیبستهبهسنگیاه و مراحلفنولوژیکی متفاوتبود. بیشـترین میـزان فعالیـت آنتی­اکسیدانی و محتوی فنل کل، فلاونویید کلو کلروژنیک اسید در مرحله غنچه دهی بـه دسـت آمد. همچنینهمبستگیمعنی‌داربینفعالیتآنتی­اکسیدانیومحتوایفنولینشانداد کهترکیباتفنلیمی­توانندنقشمهمیدرفعالیتآنتی­اکسیدانیداشتهباشند.با توجه به نتایج حاصلهمی­توان مرحله غنچه دهی را مرحله نموی مناسب به منظور برداشت برگ‌ها جهت مصارف دارویی عنوان نمود.

 

References

1. Abdalla, M. M. and El-Khoshiban, N. H., 2007. The influence of water stress on growth, relative water content,photosynthetic pigments, some metabolic and hormonal contents of two Triticum aestivum cultivars. Journal ofApplied Science Research, 3: 2062-2074.

2. Aksu, Ö. and Altinterim, B., 2013. Hepatoprotective effects of artichoke (Cynara scolymus). Bilim ve Genclik Dergisi, 1(2): 44-49.

3.Alencar, M.V.O.B., Oliveira, G.L.S., Oliveira, F.R.A.M., Gomes Junior, A.L., Souza, A.A., Melo Cavalcante, A.A.C.and Freitas, R.M., 2014. Evaluation of antioxidant capacity of the aqueous extract of Cynara scolymus L. (Asteraceae) in vitroand in Saccharomyces cerevisiae. African Journal of Pharmacy and Pharmacology, 8(5): 136-147.

4. Alghazeer, R., El-Saltani, H., Saleh, N.A., Al-Najjar, A., Naili, M.B., Hebail, F. and El-Deeb, H., 2012. Antioxidant and antimicrobial activities of Cynara scolymus L. rhizomes. Modern Applied Science, 6: 54–63.

5. Alirezaie Noghgondar, M., Azizi, M., Neamati, S., Rezvani Moghaddam, P. and Rezazadeh, S., 2016. Variation of some phytochemical compound in shoot and root of Rumex turcomanicus Czerep.at different phenological stages. Journal of Medicinal Plants, 2 (58):25-36.

6. Allahdadi, M., and Raei, Y., 2017. Growth and chlorogenic acid content of artichoke (Cynara scolymus L.) affected by bio and chemical fertilizer. Journal of Biodiversity and Environmental Sciences (JBES), 11(5): 63-73.

7.Alonso, M.R.; García, M.D.C., Bonelli, C.G., Ferraro, G. and Rubio, M., 2006. Validated HPLC Method for Cynarin Dctermination in Biological Sample.Acta Farm. Bonaerense, 25(2):267- 70.

8.Baâtour, O., Tarchoun, I., Nasri, N., Kaddour, R., Harrathi, J., Drawi, E., Ben Nasri-Ayachi, B. M. and Lachaâl, M., 2012. Effect of growth stages on phenolics content and antioxidant activities of shoots in sweet marjoram (Origanum majorana L.) varieties under salt stress. African Journal of Biotechnology, 11(99): 16486-16493.

9.Borgognone, D., Cardarelli, M., Rea, E., Lucini, L. and Colla, G., 2014. Salinity source-induced changes in yield, mineral composition, phenolic acids and flavonoids in leaves of artichoke and cardoon grown in floatingsystem. Journal ofthe Science of Food and Agriculture, 9(4): 1231–1237.

10.Ceccarelli, N., Curadi, M., Picciarelli, P., Martelloni, L., Sbrana, C. and Giovannetti, M., 2010. Globe artichoke as functional food. Mediterranean Journal of Nutrition and Metabolism, 3: 197-201.

11.Chang, C., Yang, M., Wen, H. and Chern, J., 2002. Estimation of total flavonoid content in propolis by two complementary colorimetric methods. Journal of Food and Drug Analysis, 10: 178-182.

12.Dambolena, J.S., Zunino, M.P., Lucini, E.I.,Olmedo, R., Banchio, E., Bima, P.J. and Zygadlo, J.A., 2010. Total phenolic content, radical scavenging properties and essential oil composition of Origanum species from different populations. Journal of Agriculture and Food Chemistry, 58: 1115-1120.

13.FAO, Food Agriculture Organization., 2014. The total world production of artichoke. www.fao.org.

14.Fazli, R., Nazarnejad, N.A. and Ebrahimzadeh, M.P., 2002. To evaluate the phenolic antioxidant activity total flavonoids of beech, hornbeam and spruce. Journal of the forest and wood products, natural resources of Iran, 66 (3):339-349.

15.Fratianni, F., Pepe, R. and Nazzaro, F., 2014. Polyphenol composition, antioxidant, antimicrobial and quorum quenching activity of the “Carciofo di Montoro” (Cynara cardunculus var. scolymus) Global Artichoke of the Campania Region, Southern Italy. Food and Nutrition Sciences, 5: 2053-2062.

16.Gai, F., Peiretti, P.G., Karamac, M. and Amarowicz, R., 2017. Changes in the total polyphenolic content and antioxidant capacities of perilla (Perilla frutescensL.) plant extracts during the growth cycle. Journal of Food Quality Volume 2017, Article ID 7214747, 8 pages.

17.Ghamari, H., Saidi, M., Ghaasemnejaad, A. and Ghanbari, A.R., 2016. Evaluation of phytochemical composition of sahandian savory (Satureja sahendica Bornm.) essential oils at different phenological stages. Journal of Agroecology, 8(1): 1-16.

18.Ghasemnezhad, A.S., Hemmati, K.H.,and Rezazadeh, A., 2012. Effect of harvest time on antioxidant potential of artichoke leaves.Final report of research project at Gorgan University of Agricultural Sciences and Natural Resources.

19.Hoshani, M., Mianabadi, M., Aghdasi, M. and Azim Mohseni, M., 2013. An investigation of antioxidant activity of Physalis alkekengi methanolic extracts in different phenolegical stages. Iranian Journal of Plant Biology, 4(14): 101-114.

20.Jakovljević, Z.D., Stanković, S.M. and Topuzović D.M., 2013. Seasonal variability of chelidoniummajus l. secondary metabolites content and antioxidant activity. EXCLI Journal,12: 260-268.

21.Kamkar, A., Jebelli Javan, A., Asadi, F. and Kamalinejad, M., 2010. The antioxidative effect of Iranian Mentha pulegium extracts and essential oil in sunflower oil. Food and Chemical Toxicology, 48(7): 1796–1800.

22.Karimi, M.M., 1992. Isfahan Province Climate.Budget and Planting Organization of Isfahan Province, Isfahan.

23.Khalasi Ahwazi, L., Heshmati, G., Zofan, P. and Akbarlou, M., 2016. Total phenol, flavonoid contents and antioxidant activity of Gundelia tournefortii L. in different phenological stage and habitats of North East of khozestan province. Eco-phytochemical Journal of medicinal plants, 4(1): 33-46.

24.Koksal, E., Bursal, E., Dikici, E., Tozoglu, F., Gulcin, I., 2011.Antioxidant activity of Melissa officinalisleaves. Journal of Medicinal Plants Research, 5: 217-222.

25.Lattanzio, V., Kroon, P.A., Linsalata, V. and Cardinali, A., 2009. Globe artichoke: a functional food and source of nutraceutical ingredients. Journal of Functional Foods, 1: 131-144.

26.Lombardo, S., Pandino, G. and Mauromicale, G., 2013. Total polyphenol content andantioxidant activity among clones of two Sicilian globe artichoke landraces. Search Results. Acta Horticulturae, 983: 95–101.

27.Agielse, J., Verlaet, A., Breynaert, A., Keenoy, B.M., Apers, S., Pieters, L. and Hermans, N., 2014.Investigation of the in vivo antioxidative activity ofCynara scolymus (artichoke) leaf extract in thestreptozotocin-induced diabetic rats. Molecular Nutrition & Food Research, 58(1): 211-215.

28.Mansol Mollashahi Khumaki, A., and Varasteh Moradi, A., 2015.Effect of different extraction methods on effective compounds and antioxidant activity of artichoke (Cynara scolymus L.) extract in Golestan province. Eco-phytochemical Journal of Medicinal Plants 11(3): 74-85.

29.McDonald, S., Prenzler, P.D., Autolovich, M. and Robards, K., 2001. Phenolic content and antioxidant activity of olive extracts. Food Chemistry, 73:73-84.

30.Melilli, M.G., Tringali, S., Riggi, E. and Raccuia,S.A., 2007. Screening of genetic variabilityfor some phenolic constituents of globeartichoke. Acta Horticulturae, 730: 85-91.

31.Mocelin, R., Marcon, M., Santo, G.D., Zanatta, L., Sachett, A., Schönell, A.P., Bevilaqua, F., Giachini, M., Chitolina, R., Wildner, S.M., Duarte, M.M.M.F., Conterato, M.M.G., Piato, A.L., Gomes, D.B. and Roman Junior, W.A., 2016. Hypolipidemic and antiatherogenic effects of Cynara scolymus in cholesterol-fed rats. Revista Brasileira de Farmacognosia, 26: 233–239.

32.Mohamed Abdel Magied, M., Hussien, S., Mohamed Zaki, S. and Mohamed EL Said, R., 2016. Artichoke (Cynara scolymus L.) leaves and heads extracts as hypoglycemic and hypocholesterolemic in rats. Journal of Food and Nutrition Research, 4(1): 60-68.

33.Naghiloo, S., Movafeghi, A., Delazar, A., Nazemiyeh, H., Asnaashari, S. and Dadpour, M.R., 2012. Ontogenetic variation of volatiles and antioxidant activity in leaves of Astragalus compactus lam. (Fabaceae). EXCLI Journal, 11: 436-443.

34.Nouraei, S., Rahimmalek, M., Saeidi, G., Bahreininejad, B., 2016. Variation in seed oil content and fatty acid composition of globe artichoke under different irrigation regimes. Journal of the American Oil Chemists' Society, 93(7):953-962.

35.Omezzine, F., Bouaziz, M., Simmonds, M.S.J. and Haouala, R., 2014. Variation in chemical composition and allelopathic potential of mixoploid Trigonella foenum-graecum L. with developmental stages. Food Chemistry, 148: 188–195.

36.Omidbaigi, R., 2005. Approach to the production and processing of medicinal plants, Volume 1, Astan Quds Publication, Tehran, Iran.

37.Pandino, G., Lombardo, S., Mauromicale, G. and Williamson, G., 2011. Profile of polyphe-nols and phenolic acids in bracts and receptacles of globe artichoke (Cynara cardunculus var. scolymus) germplasm. Journal of Food Composition and Analysis, 24: 148–153.

38.Pandino, G., Lombardo, S., Lo Monaco, A., Mauromicale, G., 2013. Choice of time of harvest influences the polyphenol profile of globe artichoke.Journal of Functional Foods, 5: 1822–1828.

39.Pistón, M., Machado, I., Branco, C.S., Cesio, V., Heinzen, H., Ribeiro, D., Fernandes, E., Chisté, R.C. and Freitas, M., 2014. Infusion, decoction and hydroalcoholic extracts of leaves from artichoke(Cynara cardunculus L. subsp. cardunculus) are effective scavengers of physiologicallyrelevant ROS and RNS. Food Research International, 64: 150–156.

40.Pretti, I., Carolyne da Luz, A. and Batitucci, M.C.P., 2018. Phytochemical analysis and antioxidant activity of Tithonia diversifolia in the vegetative and reproductive stages. In: Proceedings of Brazilian Conference on Natural Products and Annual Meeting on Micro molecular Evolution, Systematics and Ecology. Campinas: GALOÁ.

41Saeb, K., Gholamrezaee, S. and Asadi, M., 2011. Variation of antioxidant activity of Melissa officinalis leaves extracts during the different stages of plant growth. Biomedical and Pharmacology Journal, 4(2). Available from: http://biomedpharmajournal.org/?p=1933.

42.Salem, N., Sriti, J., Bachrouch, O., Msaada, K., Khammassi, S., Hammami, M.,Selmi, S., Boushih, E., Ouertani, M., Hachani, N., Abderraba, M., Marzouk, B., Limam, F. and Ben Jemaa, J.M., 2018.Phenological stage effect on phenolic composition and repellent potential of Mentha pulegium against Tribolium castaneum and Lasiodermaserricorne. Asian Pacific Journal of Tropical Biomedicine (APJTB), 8(4): 207-216.

43.Sato, Y., Itagaki, S., Kurokawa, T., Ogura, J., Kobayashi, M., Hirano, T., Sugawara, M. and Iseki, K., 2011. In vitro and in vivo antioxidant properties of chlorogenic acid and caffeic acid.International Journal of Pharmaceutics, 403: 136–138.

44.Sellami, I.H., Maamouri, E., Chahed, T., Wannes, W.A., Kchouk, M.E. and Marzouk, B., 2009. Effect of growth stage on the content and composition of the essential oil and phenolic fraction of sweet majoram (Origanummajorana L.). Industrial Crops and Products, 30: 395-402.

45.Sheikhi, R., Zabih Zadeh, S.M., Nazarnejad, N. and Ebrahimzadeh, M.A.Theimportance of plant antioxidants and the need to research and develop them.The firstnational Conference of Medicinal herbs, Traditional Medicine and Organic agriculture.Hamadan, Iran.

46.Siriamompus, S. and Suttajit, M., 2010. Micro chemicals compounds and antioxidant activity of different morphological part of Thai wild purslane (portulaca oleraceae L.). Weed science, 58(3):182-188.

47.Torabi, N. and Zarin-Kamar, F.,2015. Total phenol, flavonoids and antioxidant properties of saffron leaves (Crocus sativus L.) in growth stages. 1st Conference on Horticultural Sciencesand biology. Tehran, Iran.

48.Tsevegsuren, N., Davaakhuu, G. and Udval,T.S., 2014.Phytochemical analysis of Cynara scolymus L. cultivated in Mongolia. Mongolian Journal of Chemistry, 15 (41): 40-42.

49.Uddin, M.K., Juraimi, A.S., Ali, M.E. and Ismail, M.R., 2012. Evaluation of antioxidant properties and mineral composition of purslane (Portulaca oleraceaL.) at different growth stages.international journal of molecular sciences, 13: 10257-10267.

50.Wong, C., Li, H., and Cheng, F., 2006. A systematic survey of antioxidant activity of 30 Chinese medicinal plants using the ferric reducing antioxidant power assay. Food Chemistry, 97: 705-711.

51. Zhang, Z. and Zhux, H., 2004. Phenolic compounds from the leaf extract of Artichoke (Cynara scolymus) and their antimicrobial activities. Journal of Agriculture and Food Chemistry, 52(24): 7272-8.

52.Zhang, Z., Liao, L., More, J., Wu, T. and Wang, Z., 2009. Antioxidant phenolic compounds from walnut kernels (Juglans regia L.). Food Chemistry, 113(1): 160- 165.

 

 

 

 

 

 

 



*نویسنده مسئول:allahdadi_m@yahoo.com

[2]. 1-2,2-Diphenyl-picrylhydrazyl

[3]. Well Chrom 2000

References

1. Abdalla, M. M. and El-Khoshiban, N. H., 2007. The influence of water stress on growth, relative water content,photosynthetic pigments, some metabolic and hormonal contents of two Triticum aestivum cultivars. Journal ofApplied Science Research, 3: 2062-2074.

2. Aksu, Ö. and Altinterim, B., 2013. Hepatoprotective effects of artichoke (Cynara scolymus). Bilim ve Genclik Dergisi, 1(2): 44-49.

3.Alencar, M.V.O.B., Oliveira, G.L.S., Oliveira, F.R.A.M., Gomes Junior, A.L., Souza, A.A., Melo Cavalcante, A.A.C.and Freitas, R.M., 2014. Evaluation of antioxidant capacity of the aqueous extract of Cynara scolymus L. (Asteraceae) in vitroand in Saccharomyces cerevisiae. African Journal of Pharmacy and Pharmacology, 8(5): 136-147.

4. Alghazeer, R., El-Saltani, H., Saleh, N.A., Al-Najjar, A., Naili, M.B., Hebail, F. and El-Deeb, H., 2012. Antioxidant and antimicrobial activities of Cynara scolymus L. rhizomes. Modern Applied Science, 6: 54–63.

5. Alirezaie Noghgondar, M., Azizi, M., Neamati, S., Rezvani Moghaddam, P. and Rezazadeh, S., 2016. Variation of some phytochemical compound in shoot and root of Rumex turcomanicus Czerep.at different phenological stages. Journal of Medicinal Plants, 2 (58):25-36.

6. Allahdadi, M., and Raei, Y., 2017. Growth and chlorogenic acid content of artichoke (Cynara scolymus L.) affected by bio and chemical fertilizer. Journal of Biodiversity and Environmental Sciences (JBES), 11(5): 63-73.

7.Alonso, M.R.; García, M.D.C., Bonelli, C.G., Ferraro, G. and Rubio, M., 2006. Validated HPLC Method for Cynarin Dctermination in Biological Sample.Acta Farm. Bonaerense, 25(2):267- 70.

8.Baâtour, O., Tarchoun, I., Nasri, N., Kaddour, R., Harrathi, J., Drawi, E., Ben Nasri-Ayachi, B. M. and Lachaâl, M., 2012. Effect of growth stages on phenolics content and antioxidant activities of shoots in sweet marjoram (Origanum majorana L.) varieties under salt stress. African Journal of Biotechnology, 11(99): 16486-16493.

9.Borgognone, D., Cardarelli, M., Rea, E., Lucini, L. and Colla, G., 2014. Salinity source-induced changes in yield, mineral composition, phenolic acids and flavonoids in leaves of artichoke and cardoon grown in floatingsystem. Journal ofthe Science of Food and Agriculture, 9(4): 1231–1237.

10.Ceccarelli, N., Curadi, M., Picciarelli, P., Martelloni, L., Sbrana, C. and Giovannetti, M., 2010. Globe artichoke as functional food. Mediterranean Journal of Nutrition and Metabolism, 3: 197-201.

11.Chang, C., Yang, M., Wen, H. and Chern, J., 2002. Estimation of total flavonoid content in propolis by two complementary colorimetric methods. Journal of Food and Drug Analysis, 10: 178-182.

12.Dambolena, J.S., Zunino, M.P., Lucini, E.I.,Olmedo, R., Banchio, E., Bima, P.J. and Zygadlo, J.A., 2010. Total phenolic content, radical scavenging properties and essential oil composition of Origanum species from different populations. Journal of Agriculture and Food Chemistry, 58: 1115-1120.

13.FAO, Food Agriculture Organization., 2014. The total world production of artichoke. www.fao.org.

14.Fazli, R., Nazarnejad, N.A. and Ebrahimzadeh, M.P., 2002. To evaluate the phenolic antioxidant activity total flavonoids of beech, hornbeam and spruce. Journal of the forest and wood products, natural resources of Iran, 66 (3):339-349.

15.Fratianni, F., Pepe, R. and Nazzaro, F., 2014. Polyphenol composition, antioxidant, antimicrobial and quorum quenching activity of the “Carciofo di Montoro” (Cynara cardunculus var. scolymus) Global Artichoke of the Campania Region, Southern Italy. Food and Nutrition Sciences, 5: 2053-2062.

16.Gai, F., Peiretti, P.G., Karamac, M. and Amarowicz, R., 2017. Changes in the total polyphenolic content and antioxidant capacities of perilla (Perilla frutescensL.) plant extracts during the growth cycle. Journal of Food Quality Volume 2017, Article ID 7214747, 8 pages.

17.Ghamari, H., Saidi, M., Ghaasemnejaad, A. and Ghanbari, A.R., 2016. Evaluation of phytochemical composition of sahandian savory (Satureja sahendica Bornm.) essential oils at different phenological stages. Journal of Agroecology, 8(1): 1-16.

18.Ghasemnezhad, A.S., Hemmati, K.H.,and Rezazadeh, A., 2012. Effect of harvest time on antioxidant potential of artichoke leaves.Final report of research project at Gorgan University of Agricultural Sciences and Natural Resources.

19.Hoshani, M., Mianabadi, M., Aghdasi, M. and Azim Mohseni, M., 2013. An investigation of antioxidant activity of Physalis alkekengi methanolic extracts in different phenolegical stages. Iranian Journal of Plant Biology, 4(14): 101-114.

20.Jakovljević, Z.D., Stanković, S.M. and Topuzović D.M., 2013. Seasonal variability of chelidoniummajus l. secondary metabolites content and antioxidant activity. EXCLI Journal,12: 260-268.

21.Kamkar, A., Jebelli Javan, A., Asadi, F. and Kamalinejad, M., 2010. The antioxidative effect of Iranian Mentha pulegium extracts and essential oil in sunflower oil. Food and Chemical Toxicology, 48(7): 1796–1800.

22.Karimi, M.M., 1992. Isfahan Province Climate.Budget and Planting Organization of Isfahan Province, Isfahan.

23.Khalasi Ahwazi, L., Heshmati, G., Zofan, P. and Akbarlou, M., 2016. Total phenol, flavonoid contents and antioxidant activity of Gundelia tournefortii L. in different phenological stage and habitats of North East of khozestan province. Eco-phytochemical Journal of medicinal plants, 4(1): 33-46.

24.Koksal, E., Bursal, E., Dikici, E., Tozoglu, F., Gulcin, I., 2011.Antioxidant activity of Melissa officinalisleaves. Journal of Medicinal Plants Research, 5: 217-222.

25.Lattanzio, V., Kroon, P.A., Linsalata, V. and Cardinali, A., 2009. Globe artichoke: a functional food and source of nutraceutical ingredients. Journal of Functional Foods, 1: 131-144.

26.Lombardo, S., Pandino, G. and Mauromicale, G., 2013. Total polyphenol content andantioxidant activity among clones of two Sicilian globe artichoke landraces. Search Results. Acta Horticulturae, 983: 95–101.

27.Agielse, J., Verlaet, A., Breynaert, A., Keenoy, B.M., Apers, S., Pieters, L. and Hermans, N., 2014.Investigation of the in vivo antioxidative activity ofCynara scolymus (artichoke) leaf extract in thestreptozotocin-induced diabetic rats. Molecular Nutrition & Food Research, 58(1): 211-215.

28.Mansol Mollashahi Khumaki, A., and Varasteh Moradi, A., 2015.Effect of different extraction methods on effective compounds and antioxidant activity of artichoke (Cynara scolymus L.) extract in Golestan province. Eco-phytochemical Journal of Medicinal Plants 11(3): 74-85.

29.McDonald, S., Prenzler, P.D., Autolovich, M. and Robards, K., 2001. Phenolic content and antioxidant activity of olive extracts. Food Chemistry, 73:73-84.

30.Melilli, M.G., Tringali, S., Riggi, E. and Raccuia,S.A., 2007. Screening of genetic variabilityfor some phenolic constituents of globeartichoke. Acta Horticulturae, 730: 85-91.

31.Mocelin, R., Marcon, M., Santo, G.D., Zanatta, L., Sachett, A., Schönell, A.P., Bevilaqua, F., Giachini, M., Chitolina, R., Wildner, S.M., Duarte, M.M.M.F., Conterato, M.M.G., Piato, A.L., Gomes, D.B. and Roman Junior, W.A., 2016. Hypolipidemic and antiatherogenic effects of Cynara scolymus in cholesterol-fed rats. Revista Brasileira de Farmacognosia, 26: 233–239.

32.Mohamed Abdel Magied, M., Hussien, S., Mohamed Zaki, S. and Mohamed EL Said, R., 2016. Artichoke (Cynara scolymus L.) leaves and heads extracts as hypoglycemic and hypocholesterolemic in rats. Journal of Food and Nutrition Research, 4(1): 60-68.

33.Naghiloo, S., Movafeghi, A., Delazar, A., Nazemiyeh, H., Asnaashari, S. and Dadpour, M.R., 2012. Ontogenetic variation of volatiles and antioxidant activity in leaves of Astragalus compactus lam. (Fabaceae). EXCLI Journal, 11: 436-443.

34.Nouraei, S., Rahimmalek, M., Saeidi, G., Bahreininejad, B., 2016. Variation in seed oil content and fatty acid composition of globe artichoke under different irrigation regimes. Journal of the American Oil Chemists' Society, 93(7):953-962.

35.Omezzine, F., Bouaziz, M., Simmonds, M.S.J. and Haouala, R., 2014. Variation in chemical composition and allelopathic potential of mixoploid Trigonella foenum-graecum L. with developmental stages. Food Chemistry, 148: 188–195.

36.Omidbaigi, R., 2005. Approach to the production and processing of medicinal plants, Volume 1, Astan Quds Publication, Tehran, Iran.

37.Pandino, G., Lombardo, S., Mauromicale, G. and Williamson, G., 2011. Profile of polyphe-nols and phenolic acids in bracts and receptacles of globe artichoke (Cynara cardunculus var. scolymus) germplasm. Journal of Food Composition and Analysis, 24: 148–153.

38.Pandino, G., Lombardo, S., Lo Monaco, A., Mauromicale, G., 2013. Choice of time of harvest influences the polyphenol profile of globe artichoke.Journal of Functional Foods, 5: 1822–1828.

39.Pistón, M., Machado, I., Branco, C.S., Cesio, V., Heinzen, H., Ribeiro, D., Fernandes, E., Chisté, R.C. and Freitas, M., 2014. Infusion, decoction and hydroalcoholic extracts of leaves from artichoke(Cynara cardunculus L. subsp. cardunculus) are effective scavengers of physiologicallyrelevant ROS and RNS. Food Research International, 64: 150–156.

40.Pretti, I., Carolyne da Luz, A. and Batitucci, M.C.P., 2018. Phytochemical analysis and antioxidant activity of Tithonia diversifolia in the vegetative and reproductive stages. In: Proceedings of Brazilian Conference on Natural Products and Annual Meeting on Micro molecular Evolution, Systematics and Ecology. Campinas: GALOÁ.

41Saeb, K., Gholamrezaee, S. and Asadi, M., 2011. Variation of antioxidant activity of Melissa officinalis leaves extracts during the different stages of plant growth. Biomedical and Pharmacology Journal, 4(2). Available from: http://biomedpharmajournal.org/?p=1933.

42.Salem, N., Sriti, J., Bachrouch, O., Msaada, K., Khammassi, S., Hammami, M.,Selmi, S., Boushih, E., Ouertani, M., Hachani, N., Abderraba, M., Marzouk, B., Limam, F. and Ben Jemaa, J.M., 2018.Phenological stage effect on phenolic composition and repellent potential of Mentha pulegium against Tribolium castaneum and Lasiodermaserricorne. Asian Pacific Journal of Tropical Biomedicine (APJTB), 8(4): 207-216.

43.Sato, Y., Itagaki, S., Kurokawa, T., Ogura, J., Kobayashi, M., Hirano, T., Sugawara, M. and Iseki, K., 2011. In vitro and in vivo antioxidant properties of chlorogenic acid and caffeic acid.International Journal of Pharmaceutics, 403: 136–138.

44.Sellami, I.H., Maamouri, E., Chahed, T., Wannes, W.A., Kchouk, M.E. and Marzouk, B., 2009. Effect of growth stage on the content and composition of the essential oil and phenolic fraction of sweet majoram (Origanummajorana L.). Industrial Crops and Products, 30: 395-402.

45.Sheikhi, R., Zabih Zadeh, S.M., Nazarnejad, N. and Ebrahimzadeh, M.A.Theimportance of plant antioxidants and the need to research and develop them.The firstnational Conference of Medicinal herbs, Traditional Medicine and Organic agriculture.Hamadan, Iran.

46.Siriamompus, S. and Suttajit, M., 2010. Micro chemicals compounds and antioxidant activity of different morphological part of Thai wild purslane (portulaca oleraceae L.). Weed science, 58(3):182-188.

47.Torabi, N. and Zarin-Kamar, F.,2015. Total phenol, flavonoids and antioxidant properties of saffron leaves (Crocus sativus L.) in growth stages. 1st Conference on Horticultural Sciencesand biology. Tehran, Iran.

48.Tsevegsuren, N., Davaakhuu, G. and Udval,T.S., 2014.Phytochemical analysis of Cynara scolymus L. cultivated in Mongolia. Mongolian Journal of Chemistry, 15 (41): 40-42.

49.Uddin, M.K., Juraimi, A.S., Ali, M.E. and Ismail, M.R., 2012. Evaluation of antioxidant properties and mineral composition of purslane (Portulaca oleraceaL.) at different growth stages.international journal of molecular sciences, 13: 10257-10267.

50.Wong, C., Li, H., and Cheng, F., 2006. A systematic survey of antioxidant activity of 30 Chinese medicinal plants using the ferric reducing antioxidant power assay. Food Chemistry, 97: 705-711.

51. Zhang, Z. and Zhux, H., 2004. Phenolic compounds from the leaf extract of Artichoke (Cynara scolymus) and their antimicrobial activities. Journal of Agriculture and Food Chemistry, 52(24): 7272-8.

52.Zhang, Z., Liao, L., More, J., Wu, T. and Wang, Z., 2009. Antioxidant phenolic compounds from walnut kernels (Juglans regia L.). Food Chemistry, 113(1): 160- 165.